Les jonctions gap dans les maladies cardiovasculaires

Les jonctions gap, structures membranaires spécialisées constituées de réseaux de canaux intercellulaires, relient les cellules adjacentes dans de nombreux tissus et organes, assurant ainsi une communication chimique et électrique. Dans le cœur, les jonctions gap fournissent les voies de circulation du courant intercellulaire, permettant la propagation coordonnée du potentiel d’action. Récemment, de nombreux rapports ont été publiés, suggérant que des changements dans la distribution, la densité et les propriétés des jonctions lacunaires pourraient être impliqués dans l’initiation et la persistance de diverses arythmies cardiaques. Dans la présente revue, nous résumons les données présentées dans ces rapports et discutons des implications fonctionnelles.

Structure et propriétés des canaux de jonction gap

Au cours de la dernière décennie, la structure et les propriétés des canaux de jonction gap ont été largement documentées, comme discuté dans plusieurs revues récentes.1234

Les canaux de jonction gap mammaliens sont construits de connexines codées par une famille de gènes étroitement liés. Toutes les connexines sont constituées de 4 segments membranaires α-hélicoïdaux hautement conservés, séparés par 2 boucles extracellulaires et 1 boucle intracellulaire. Les terminaisons amino et carboxy sont situées à l’intérieur de la cellule. Quinze membres de la famille des connexines de mammifères ont été identifiés. Ils diffèrent principalement par la séquence de leurs boucles intracellulaires et de leurs terminaisons carboxy. Entre les cardiomyocytes, 3 connexines ont été détectées au niveau protéique : la connexine40 (Cx40), la connexine43 (Cx43) et la connexine45 (Cx45) (nommées par leur masse moléculaire putative en kilodaltons).

Un canal de jonction lacunaire est formé par l’accostage tête à tête de 2 hémichannels (connexons), chacun composé de 6 molécules de connexine disposées de façon hexagonale autour d’un pore aqueux. L’accostage étant médié par des boucles extracellulaires relativement conservées, de nombreux connexons composés d’un type de connexine peuvent se combiner avec des connexons composés d’autres connexines pour former des canaux de jonction gap hétérotypiques. Un connexon peut également être composé de différentes connexines5 (connexon hétéromérique). Dans le cœur, différentes connexines se colocalisent dans les plaques de jonction gap, mais on ne sait pas si des canaux de jonction gap hétérotypiques et/ou hétéromériques existent dans le système cardiovasculaire.

Les canaux de jonction gap sont perméables aux substances dont le poids moléculaire est <≈1 kDa. La perméabilité dépend du type de connexine et de la charge de la molécule perméable. Les canaux de la jonction gap se comportent comme des canaux ioniques gated. Dans les cardiomyocytes, les conductances des canaux uniques vont de ≈20 pS pour les canaux homotypiques Cx45 à 75 pS pour les canaux Cx43 et à ≈200 pS pour les canaux Cx40. La conductance de la jonction gap est modulée par la tension transjonctionnelle, par i6 et i, par l’état de phosphorylation des connexines et par la composition en acides gras extracellulaires.

L’expression des connexines est également modulée. Les hormones peuvent réguler à la hausse ou à la baisse le contenu des connexines. Dans les cellules cardiaques de rat néonatal in vitro, l’AMPc peut réguler de façon spectaculaire l’expression de Cx43 avec une augmentation concomitante de la vitesse de conduction du potentiel d’action. Le renouvellement des connexines est remarquablement rapide. Dans le cœur du rat adulte, par exemple, la demi-vie est de 1,3 heure.7

Distribution de la jonction gap dans le myocarde normal

Dans le myocarde, les connexines sont exprimées de manière régionale : La Cx43 est présente dans tout le cœur, à l’exception peut-être des tissus nodaux et de certaines parties du système de conduction.4 Chez les espèces de mammifères, la Cx40 est exprimée dans le tissu auriculaire (à l’exception du cœur de rat) et dans le système de conduction proximal (à l’exception du cœur de cobaye).89 L’expression de la Cx45 semble être limitée aux tissus nodaux et au système de conduction,1011 mais certains rapports1213 font état d’une distribution beaucoup plus étendue, probablement en raison de l’utilisation d’un anticorps anti-Cx45 qui n’est pas complètement spécifique.14 Aucune autre connexine n’a été détectée entre les cardiomyocytes à ce jour.

Dans les ventricules adultes, les jonctions lacunaires contiennent exclusivement du Cx438 et sont situées principalement dans la région du disque intercalaire (DI) entre les cellules. Les propriétés conductrices anisotropes du myocarde ventriculaire dépendent de la géométrie des cellules interconnectées et du nombre, de la taille et de l’emplacement des plaques de jonction gap entre elles.15 De nombreuses études (immuno)-histochimiques et de microscopie (électronique) ont abordé ces questions. Les plaques de jonction gap consistent en des réseaux de particules de 9 à 10 nm plus ou moins serrées, représentant des canaux individuels. Dans des conditions normales, les plaques de jonction gap du rat semblent contenir ≈15% d’espace libre de particules,16 alors que les particules des plaques de jonction gap du lapin sont contiguës.17 En termes de conductance jonctionnelle, il y a peu de différence, car le nombre inférieur de canaux par micromètre carré est largement compensé par la diminution de la résistance d’accès18 (voir ci-dessous). La surface moyenne des plaques de jonction gap varie de 0,21 μm2 dans le ventricule humain19 à ≈0,45 μm2 dans le ventricule de rat2021 et à ≈4 μm2 dans le ventricule canin22. Dans ce dernier cas, cette surface était de ≈1,5 μm2 pour environ la moitié des plaques et de ≈6,6 μm2 pour l’autre moitié. D’après l’évaluation (électron)microscopique212223 et (immuno)histochimique1921242526, il semble que les plaques de jonction lacunaire les plus grandes soient situées dans les régions interplicates de la DI (c’est-à-dire dans les régions plus ou moins parallèles au grand axe des cellules) et que les plus petites soient situées dans les régions plicates. Hoyt et al22 ont estimé que 80 % de la surface totale de la jonction lacunaire par cellule est située dans les régions interplicates, où les jonctions lacunaires peuvent servir à la fois à la conduction longitudinale et transversale.

Les myocytes ventriculaires sont connectés par des ID à ≈10 cellules voisines.2226 La vitesse de conduction est déterminée par la surface de la plaque de jonction lacunaire dans chacune de ces ID. La surface totale de la plaque de jonction lacunaire par ID est de 47 à 94 μm2 chez le rat,27 42 ou 13,6 μm2 chez le chien,2223 et ≈10 μm2 chez l’homme.26

Dans l’oreillette, les plaques de jonction lacunaire contiennent à la fois Cx43 et Cx40.913 Le plus souvent, Cx43 et Cx40 sont localisés dans les mêmes plaques sans localisation préférentielle de l’une ou l’autre connexine dans les bordures cellulaires latérales ou les plaques d’ID9. Aucune donnée n’est disponible pour calculer la surface des plaques de jonction par ID dans l’oreillette.

Dans le myocarde ventriculaire, l’expression de la Cx40 est limitée au système de conduction8. Chez la plupart des espèces de mammifères, aucune Cx43 n’est présente dans la partie proximale (faisceau de His, branches du faisceau), alors que dans les régions plus distales des branches du faisceau et des fibres de Purkinje, Cx40 et Cx43 sont coexprimées28. Dans les ovocytes de Xenopus, Cx43 et Cx40 ne peuvent pas former de canaux de jonction gap hétérotypiques fonctionnels,29 et il a été suggéré que la distribution des connexines dans le système de conduction proximal servirait à propager rapidement le potentiel d’action vers les parties distales sans perte de courant via les jonctions gap vers les myocytes septaux environnants. Cependant, dans les cellules de mammifères, l’incompatibilité des connexons Cx40 et Cx43 semble moins évidente.30 Dans les cœurs de souris, Cx45 est exprimé dans tout le nœud auriculo-ventriculaire, le faisceau de His et les branches du faisceau.10 L’expression de Cx40 est limitée au cœur du faisceau de His et des branches du faisceau.10

Distribution des jonctions gap dans le myocarde malade

Dans pratiquement toutes les maladies cardiaques prédisposant aux arythmies, des changements dans la distribution et le nombre de jonctions gap (remodelage des jonctions gap) ont été rapportés. Dans les maladies ischémiques avancées, une zone étroite constituée de ≈5 couches de cellules bordant les infarctus du myocarde cicatrisés a été détectée.24 Dans cette zone, la distribution normale des jonctions lacunaires dans les DI situées bout à bout a été perturbée avec un déplacement des spots contenant du Cx43 vers les bordures latérales des cellules sans changement de la taille des spots. Les ventricules gauches humains normaux, ischémiques et hypertrophiés présentaient des plaques de coloration anti-Cx43 de même taille, mais la quantité totale de Cx43 était réduite de 40 % dans les cœurs malades.26 Le nombre d’ID par cellule n’était pas différent dans les cœurs normaux et malades, ce qui implique que la géométrie cellulaire n’avait pas radicalement changé. D’autre part, dans le ventricule humain en ischémie réversible et en hibernation, une réduction de la taille des plaques de Cx43 de 23 % et 33 %, respectivement, a été observée dans les régions affectées,19 sans aucun changement dans le myocarde normal. Au cours de ces expériences, un déplacement des taches de Cx43 d’un emplacement de bout en bout vers un emplacement latéral a été observé ; ce déplacement a également été signalé dans la cardiomyopathie hypertrophique.25

Dans un modèle de cobaye d’insuffisance cardiaque congestive, une réduction globale de Cx43 de 37 % a été observée au stade de l’insuffisance cardiaque congestive après 6 mois de cerclage aortique, alors qu’au stade de l’hypertrophie compensée, aucun changement n’a été constaté.31 Récemment, une diminution de 35 % de la surface de la jonction gap par ID a été rapportée32 après 4 semaines d’hypertrophie ventriculaire droite causée par une hypertension pulmonaire induite par la monocrotaline chez le rat, concomitante à une diminution de 30 % de la vitesse de conduction longitudinale (ΘL). Dans le même temps, de nombreuses taches Cx43-positives sont apparues le long des frontières latérales des cellules. La vitesse de conduction dans le sens transversal (ΘT) et le contenu total en Cx43, tel que jugé par immunoblotting, n’ont pas été affectés. Les auteurs ont conclu que la redistribution des plaques de jonction gap peut expliquer la réduction du rapport d’anisotropie (ΘL/ΘT). Cependant, l’augmentation observée de 55 % du diamètre des cellules peut également jouer un rôle. Peters et al33 ont démontré une corrélation étroite entre l’inductibilité des arythmies réentrantes en forme de 8 dans le tissu épicardique bordant les infarctus de 4 jours dans les ventricules canins et la perturbation de la distribution des jonctions gap. Les cellules particulièrement viables proches des cellules nécrosées de la région infarcie, et parfois interdigitées avec elles, ont montré un marquage étendu de Cx43 des frontières cellulaires latérales.

Il semble que la latéralisation des jonctions gap soit une caractéristique proéminente du myocarde malade. Il n’est cependant pas tout à fait clair dans quelle mesure cette latéralisation peut contribuer à l’altération des propriétés de conduction, car il a été récemment démontré34 que dans les cellules ventriculaires de rat bordant des infarctus guéris, de nombreuses plaques de jonction gap latérales sont situées dans des invaginations du sarcolemme à l’intérieur de la cellule, ne contribuant donc pas à la communication intercellulaire. Une observation comparable a été faite dans l’hypertrophie du ventricule droit.32

Bien que les données quantitatives soient rares, une autre constatation courante dans le myocarde malade est une réduction de 30 à 40 % de la zone de jonction gap par ID. Dans les ventricules (post)ischémiques, cette réduction est limitée à quelques couches cellulaires autour de la zone affectée, alors que dans les ventricules hypertrophiques, la réduction est plus étendue. À partir de cette observation, seule ou associée à une densité accrue de plaques de jonction latérales, on pourrait prédire un rapport d’anisotropie réduit. Dans une étude23, il a été suggéré qu’une augmentation du rapport d’anisotropie se produisait dans les zones limites de l’infarctus. Cette augmentation était en partie due à une réduction de la densité de la jonction gap latérale (interplicate) et en partie à une diminution du nombre de cellules ayant des connexions côte à côte avec les cellules voisines.

Les changements dans la densité et la distribution de la jonction gap dans le tissu atrial malade sont moins bien documentés. Dans les oreillettes de chiens à rythme rapide, une augmentation des points positifs pour la Cx43 a été signalée35, en particulier aux frontières latérales des cellules. Dans l’oreillette de chèvre, aucun changement apparent de la densité et de la distribution de la Cx43 n’a été constaté après 16 semaines de fibrillation auriculaire (FA) soutenue,3637 bien qu’une certaine déphosphorylation se soit produite. La protéine Cx40 était absente dans des zones de 0,15 à 0,6 mm de tissu auriculaire après 16 semaines de FA, sans réduction de l’ARNm Cx40. La réduction parcellaire de la protéine Cx40 était évidente après 2 semaines de FA, à peu près au moment où la FA devenait durable. Il reste à déterminer si cette réduction de Cx40 est liée de manière causale à la persistance de la FA.

Les données sur l’implication du remodelage de la jonction gap dans les arythmies provenant du système de conduction ou du tissu nodal commencent tout juste à être rapportées.383940

Jonctions gap et vitesse de conduction

Jonction gap effective

Nous avons effectué quelques simulations informatiques simples pour tester les effets des changements de densité et de distribution des jonctions gap sur la vitesse de conduction du potentiel d’action. Tout d’abord, nous avons déterminé la conductance effective des jonctions gap (gj, corrigée des effets de champ électrique causés par la résistance d’accès cytoplasmique) en utilisant notre modèle publié précédemment18 et en supposant que la conductance du canal unique Cx43 est de 75 pS à 37°C41 et que tous les canaux sont dans leur état de conduction (mais voir référence 42 ). La figure 1A montre que les effets de la résistance d’accès cytoplasmique sont déjà apparents pour les jonctions gap relativement petites et deviennent plus importants avec l’augmentation de la taille de la jonction gap. Pour les jonctions gap >0.5 μm2, la conductance effective est <50% de la valeur obtenue en additionnant simplement les conductances individuelles de tous les canaux dans une zone donnée (conductance non corrigée), et pour les jonctions gap >4 μm2, la conductance effective est même <20%. Par conséquent, le gj par unité de surface n’est pas constant mais diminue avec l’augmentation de la taille de la jonction gap (Figure 1B). La conductance effective est de 0,3 à 0,5 μS/μm2 pour les jonctions gap de taille petite à modérée (0,3 à 1,5 μm2) et <0,2 μS/μm2 pour les jonctions gap de grande taille (>5 μm2). Comme discuté ci-dessus, la surface de la jonction gap varie couramment entre 10 et 40 μm2 par ID. Si l’on utilise une conductance effective moyenne de 0,3 μS/μm2, le gj effectif par ID entre cellules voisines est de 3 à 12 μS.

Vélocité de conduction

Puis, nous avons évalué l’importance du gj pour la vitesse de conduction. Nous avons stimulé la cellule la plus à gauche dans un brin linéaire de 50 cellules à une fréquence de 1 Hz et avons calculé la vitesse de conduction à travers le tiers central du brin. Les cellules étaient disposées soit bout à bout, soit côte à côte, et les cellules voisines étaient connectées par un gj constant (effectif) (figure 2A). Nous avons utilisé le modèle de cellule ventriculaire humaine de Priebe et Beuckelmann43 dans une représentation numérique de l’équation du câble similaire à celle explorée par Shaw et Rudy,44 avec une valeur de 150 Ω cm pour la résistivité cytoplasmique.45

Pour obtenir des valeurs ΘL de ≈70 cm/s comme cela a été rapporté pour les ventricules humains,46 une conductance de 7,0 μS est nécessaire (figure 2B). Cela concorde bien avec la valeur ci-dessus de 3 à 12 μS estimée à partir des données morphométriques. Cette même conductance de 7,0 μS entraîne un ΘT de 30 cm/s. Dans des conditions normales, ΘL est assez peu sensible aux changements de gj : il ne diminue que de 9 cm/s (13 %) lorsqu’on divise la conductance par deux. ΘT est plus sensible aux changements de gj : il diminue de 36 % lorsque la conductance est divisée par deux. La relative insensibilité de ΘL aux changements de gj peut être expliquée en termes de résistivité de la jonction lacunaire, que nous avons calculée à partir de gj et des dimensions de la cellule (Figure 2C). Pour la conduction longitudinale (ligne solide avec cercles remplis dans la Figure 2C), la résistivité de la jonction de l’espace tombe en dessous de la résistivité cytoplasmique de 150 Ω cm (ligne pointillée horizontale) à des valeurs de gj aussi petites que 2,5 μS, alors que pour la conduction transversale, la résistivité de la jonction de l’espace est beaucoup plus grande que la résistivité cytoplasmique à toutes les valeurs de gj (ligne pointillée avec carrés ouverts). Ainsi, nous concluons que la vitesse de conduction, en particulier ΘL, n’est que modérément sensible aux changements de gj effectif. En outre, les dimensions de la cellule (rapport entre la longueur et la largeur de la cellule) peuvent jouer un rôle majeur dans la détermination de la (anisotropie de la) vitesse de conduction. Ceci est cohérent avec la conclusion de Spach et al47 selon laquelle la taille des cellules peut être plus importante que la distribution des jonctions gap.

Implications fonctionnelles

Les résultats de la simulation constituent des mises en garde importantes pour l’interprétation des données quantitatives issues d’études (immuno)histochimiques ou de microscopie (électronique). Une réduction du contenu total de la jonction lacunaire pouvant atteindre 40 % sans modification de la taille des plaques de jonction lacunaire, comme cela a été observé dans les cœurs humains malades26, peut en soi n’avoir que des effets modérés sur la vitesse de conduction. Si le gj normal entre les cellules est de 5 μS, une réduction de 40 % à 3 μS entraîne une diminution de 11 % du ΘL de 65 à 58 cm/s et une diminution de 27 % du ΘT de 24 à 18 cm/s (figure 2B). Le rapport d’anisotropie associé augmente de 22 %, passant de 2,7 à 3,3. Dans d’autres cas, le contenu global des jonctions gap est resté inchangé, mais un déplacement vers les frontières cellulaires latérales s’est produit.2532 Un déplacement de 40 % réduirait ΘL de 11 % et augmenterait ΘT de 25 %, ce qui entraînerait une diminution de 29 % du rapport d’anisotropie. Si les nouvelles jonctions lacunaires latérales sont situées de manière intracellulaire,3234 ΘT pourrait ne pas changer du tout.

Marques de conclusion

Dans de nombreuses études impliquant le remodelage des jonctions lacunaires dans le tissu ventriculaire malade, les auteurs ont conclu qu’une diminution de la vitesse de conduction peut augmenter la propension aux arythmies réentrantes. Cependant, la présente analyse des données limitées disponibles indique que la réduction de la vitesse de conduction ou les changements du rapport d’anisotropie peuvent en fait être modérés. Il est certain que les changements observés n’amèneraient pas le substrat dans le domaine de la conduction lente comme l’abordent plusieurs études expérimentales484950 et théoriques4451 récentes. Notre analyse indique que la résistivité cytoplasmique et la géométrie cellulaire sont beaucoup plus importantes qu’on ne le pense généralement, une conclusion également défendue par Spach et ses collègues.15475253

Nous n’avons pas intégré dans notre analyse les changements induits par la maladie dans les propriétés des canaux ioniques membranaires et de la jonction lacunaire. Sans aucun doute, de tels changements physiopathologiques compliquent davantage la compréhension de l’arythmogenèse dans l’ischémie aiguë, l’infarctus du myocarde chronique, l’hypertrophie et l’insuffisance cardiaque.

Notes de bas de page